Variabilité pré-analytique en pathologie clinique animale

La pathologie clinique vétérinaire « est une spécialité qui met l’accent sur le développement, l’application et l’interprétation des procédures de diagnostic de laboratoire pour la surveillance de la santé animale et le diagnostic, pronostic, traitement et la surveillance des maladies animales. Elle s’applique principalement aux animaux de compagnie, de production et de laboratoire mais aussi à la faune sauvage, aux animaux aquatiques et de zoo »^[1]. Elle recouvre trois disciplines de la biologie médicale humaine : hématologie, biochimie et cytologie. C’est l’une des spécialités vétérinaires reconnues par le Ministère de l’Agriculture et de l’Alimentation^[2], ainsi que par les collèges de spécialistes vétérinaires nord-américain (ASVCP)^[3] et européen (ESVCP)^[4].

La phase préanalytique comporte une « série d’étapes commençant chronologiquement par la prescription des analyses par le clinicien, comprenant sa demande d’analyse, la préparation du patient, le prélèvement du spécimen, l’acheminement jusqu’au laboratoire et au sein du laboratoire et finissant au début de la procédure analytique »^[5]. Elle est suivie des phases analytique et post-analytique, cette dernière consistant en la validation, l'édition et l'interprétation des résultats.

La phase préanalytique est soumise à de très nombreuses causes de variation susceptibles d’affecter les résultats des analyses, comme cela a été répertorié en biologie médicale humaine^[7] dans des ouvrages ou articles de synthèse ou en pathologie clinique animale dans des articles de synthèse^[8],[9],[10] ou une base de données interrogeable par analyte, par espèce et par effet recherché sur un site web gratuit (cf. image ci-contre)^[6] ou sur des sites universitaires comme celui de l’Université de Cornell aux USA^[11]. En biologie médicale humaine, la phase préanalytique est majoritairement contrôlée par les personnels professionnels des laboratoires de biologie médicale ; malgré cela, on considère qu’elle est responsable de la majorité des erreurs de laboratoire^[12] bien que des efforts internationaux soient faits pour les réduire^[13],[14]. La situation est plus difficile en pathologie clinique vétérinaire où la phase préanalytique doit s’adapter à des conditions très variées, depuis un hôpital vétérinaire aux conditions voisines de la biologie médicale humaine jusqu’à des élevages en plein air, des zoos, des centres de recherches, la mer, des environnements divers pour les animaux sauvages.

Summarize Top Qs Fact Check

En biologie médicale humaine, en dehors des situations d'urgence, on choisit en général d'effectuer un prélèvement sanguin veineux le matin chez des sujets au calme, à la diète depuis la veille, notamment pour éviter les variations de certains constituants lors de le digestion d'un repas^[15]. Cela est également possible en pathologie clinique animale pour les animaux domestiques, de laboratoire et de zoos, mais :

• une diète pendant la nuit n'a pas le même effet pour les espèces nocturnes et les espèces diurnes (cf. variations nychtémérales);
• une diète d'une dizaine/douzaine d'heures est trop longue pour les petites espèces, comme les souris^[16];
• la mise à la diète est impossible pour toutes les espèces sauvages qui subissent de plus le stress lié à la capture et à l'immobilisation avant le prélèvement.

Chez les mammifères monogastriques, la digestion des aliments entraîne des augmentations plus ou moins durables de la concentration d’analytes biochimiques sériques ou plasmatiques en fonction de la composition de l’alimentation^[17] ; par exemple, chez le chat, la glycémie augmente modérément après un repas standard^[18] mais de manière plus durable avec une alimentation riche en glucides^[19]; chez le chien, la concentration des triglycérides augmente environ 2 heures après le repas et reste élevée jusqu’à 6 heures^[20]; il en est de même pour l’urée jusqu’à 12 heures alors que la créatinine n’augmente que modérément, seulement chez les chiens consommant de la viande cuite et non de la viande crue^[21]. Inversement, après un repas, la concentration de la cystatine C du chien est abaissée d’environ 50% et revient à sa valeur de base après 12 heures^[22]. Chez le rat, des variations différentes de l’urée plasmatique/sérique ont été rapportées, en particulier des augmentations chez les animaux mis à la diète dans des cages permettant une coprophagie nocturne^[23].

La réalisation d’un prélèvement sanguin est assez facile chez les animaux domestiques ; cependant, ils sont stressés par le transport vers une clinique vétérinaire qui provoque des élévations de la cortisolémie  chien ; il en est de même pour l’attente qui produit des effets deux fois plus intenses à l’intérieur qu’à l’extérieur de la clinique mais n’a pas d’effet sur la glycémie^[24]. Les effets sont également marqués lorsqu’une contention ferme doit être exercée et/ou que l’animal se débat; par exemple, chez le chat, on observe une augmentation rapide et intense persistant plus d’une heure de la cortisolémie, de la glycémie et de la lactatémie^[25], ainsi qu’une élévation des numérations de globules rouges et blancs, de l’hématocrite et de la concentration d’hémoglobine^[26].

Pour préserver le bien-être des animaux, voire pour rendre le prélèvement possible, il est souvent nécessaire de tranquilliser ou d’anesthésier les animaux, notamment les animaux de laboratoire, même si certains animaux, par exemple des macaques rhésus peuvent être entraînés à subir des prélèvements sans contrainte, évitant ainsi l’augmentation de la cortisolémie résultant du stress^[27]. Les rats et les souris peuvent être habitués à être manipulés mais très souvent les prélèvements sont faits après anesthésie, par exemple avec de l’isoflurane, qui chez le rat n’a pas d’effet sur les variations de la glycémie mais augmente les variations de la concentration de corticostérone^[28]. Les chats ont également souvent besoin d’être tranquillisés ; une brève sédation avec une association kétamine-diazépam ne produit aucune variation cliniquement significative des analyses d’un profil hématologique, biochimique et de coagulation^[29].  Même lorsque les manipulations des animaux sont effectuées avec précaution, on observe des élévations intenses et augmentant avec le temps de la concentration de corticostérone et de lactates chez des poulets; elles sont plus élevées si la manipulation est moins douce^[30].

La situation est plus complexe pour les espèces sauvages qui sont souvent poursuivies, et capturées avant ou après anesthésie. Cela provoque des variations parfois très intenses de nombreuses variables, par exemple de la CK, une enzyme d’origine musculaire, chez la perche d'Amérique^[31], l’ibex^[32] ou le cerf élaphe chez lequel on a également observé une forte élévation de la plupart des variables de l’hémogramme^[33].

La majorité des prélèvements sanguins sont faits à partir de veines superficielles, moins fréquemment d’artères, de capillaires cutanés, du cœur, voire de cathéters.

Dans les grandes espèces de mammifères, il n’y a que peu de différences selon  la veine utilisée pour la collecte ; par exemple chez le chien entre la veine jugulaire et la veine céphalique^[34] ou chez le bovins entre les spécimens jugulaires et coccygiens, quoique ces derniers soient inadaptés à la gazométrie sanguine en raison de mélanges possibles entre sang artériel et sang veineux^[35]. Dans les petites espèces de rongeurs de laboratoire, des différences importantes sont observées en fonction des vaisseaux ponctionnés, par exemple chez la souris pour laquelle le meilleur compromis entre bien-être animal et qualité des spécimens pour les analyses hématologiques est obtenu à la veine jugulaire^[36].

Des spécimens sanguins artériels sont en général préférés pour les analyses de gazométrie, la pCO2 étant inférieure et la pO2 supérieure à celles mesurées dans des spécimens veineux chez le chien^[37],[38]. Les prélèvements capillaires sont peu utilisés, excepté pour quelques mesures comme celle de la glycémie avec des petits analyseurs d’autocontrôle ; chez le chien, les résultats avec le même analyseur sont analogues à ceux de spécimens veineux pour les  prélèvements effectués à l’oreille mais sont inférieurs pour les coussinets plantaires ou la muqueuse buccale^[39].

Les prélèvements à partir de cathéters sont en général déconseillés ; cependant, des résultats identiques à ceux obtenus dans des spécimens veineux habituels ont été obtenus par exemple pour l’adrénaline chez le rat^[40], les numérations de globules rouges et blancs du chien^[41], les chlorures, le calcium ou la créatine-kinase du cheval^[42], ...

Les prélèvements sanguins sont majoritairement effectués avec une aiguille d’un diamètre adapté à la taille de l’animal et permettant un bon écoulement du sang dans un tube adapté ; lorsque les calibres sont voisins, cela n’a que peu ou pas d’effets sur les analyses, par exemple sur les variables de l’hémostase ou la numération plaquettaire^[43] ou sur le thromboélastogramme^[44] du chat. Les aiguilles sont connectées directement ou via un petit cathéter à une seringue ou à un tube sous vide et il n’y a que peu d’études pour comparer ces différents techniques chez les animaux. Chez le chien, le temps de réaction du thromboélastogramme est plus court avec des tubes citrate sous vide qu’avec des tubes ouverts, probablement en raison de la friction liée à l’aspiration^[45]; il est également plus court dans les spécimens obtenus avec une aiguille et une seringue qu’avec un tube sous vide^[46]. Si l’écoulement du sang est laborieux, la qualité des analyses peut être affectée ; par exemple lors de prélèvement difficile, la présence d’agrégats plaquettaires est supérieure chez la souris^[36], les résultats du thromboélastogramme sont identiques chez le chat^[44], et l’activité de la CK plasmatique est supérieures chez le chien et le cheval^[47]. En cytologie, les aspirations spléniques chez le chien étaient de meilleure qualité avec des aiguilles 23G qu’avec des aiguilles de calibre inférieur mais l’inconfort des animaux était légèrement supérieur^[48].

Les analyses hématologiques des mammifères sont habituellement effectuées sur du sang recueilli sur un anticoagulant, l’EDTA. Dans certains cas, il se forme cependant des caillots visibles ou non à l’œil nu qui peuvent causer des altérations notables de certaines mesures ; par exemple, chez le chat, on observe fréquemment la formation de microcaillots, avec une diminutions de la numération des plaquettes, des altérations de la concentration des réticulocytes et de leurs indexes^[49]. Dans certaines espèces de poissons et d’oiseaux, les cellules sont détériorées en présence d’EDTA et les sels d’héparine sont préférés ; chez les élasmobranches (requins, raies) dont l’osmolarité est élevée, les anticoagulants solides sont préférés^[10].

La plupart des analyses biochimiques sont faites sur sérum ou sur plasma hépariné dans lesquels les résultats sont très voisins, alors que les plasmas EDTA, fluorure-oxalate et citrate ne peuvent être utilisés pour nombre de variables chez le chien^[50], le cheval^[51], le buffle^[52], le chat^[53], le dromadaire^[54], le mouton^[55], …. Dans certains cas, pour le dosage d’analytes protéiques instables, on ajoute des inhibiteurs de protéases à des tubes EDTA, par exemple pour l’ACTH du cheval^[56] ou du rat^[57] ou l’ocytocine du porc^[58] mais les autres analyses y sont limitées. Pour faciliter la préparation des sérums et plasmas, on utilise parfois des gels séparateurs ou des accélérateurs de coagulation dont les effets ont été testés systématiquement en biologie médicale humaine^[59] mais non en en pathologie clinique animale, même si leur utilisation est parfois déconseillée.

Les analyses d’hémostase sont majoritairement réalisées sur plasma citraté. L’utilisation de plasma collecté sur CTAD entraîne des erreurs pour le temps de céphaline-kaolin (TCA), l’antithrombine et le taux de prothrombine (TP) sans affecter le fibrinogène chez le chat^[60] et pour le fibrinogène et l’antithrombine mais non l’APTT et le PT chez le chien^[61].

Quand plusieurs tubes sont collectés chez un même sujet, un ordre est recommandé en biologie médicale humaine pour éviter d’éventuelles interférences des anticoagulants et est appliqué pour les animaux, même si sa validité n’a pas été vérifiée chez ces derniers: tube pour coagulation, pour sérum avec ou sans activateur avec ou sans gel séparateur, tube hépariné avec ou sans gel séparateur, tube EDTA, tube avec inhibiteur de la glycolyse^[15]. Il est également recommandé de respecter les dates de péremption des tubes, même si la plupart des analytes biochimiques ont pû être mesurés sans erreurs dans des tubes héparine-lithium périmés depuis 11 mois^[62].

Le remplissage des tubes est prévu par les fabricants pour adapter le volume de sang collecté à la quantité d’anticoagulant ou d’additifs. Pour les petites espèces ou lorsqu’un prélèvement est difficile, le volume de sang collecté peut être faible ; dans ce cas, il faut avoir recours à l’utilisation de microtubes dans lesquels les résultats sont analogues à ceux des tubes standard chez le chien^[63], sinon lorsque le volume de sang est insuffisant, des erreurs peuvent apparaître, par exemple, lors de remplissage insuffisant augmentant la concentration d’anticoagulant, les temps de coagulation sont allongés chez le chien par un excès de citrate^[64], ou bien l’hématocrite du chien, du cheval, du mouton ou du porc est diminué lorsque la concentration en EDTA est trop élevée, causant une diminution du volume des globules rouges^[65].

Lorsqu’un spécimen a été collecté, il doit être transféré au laboratoire d’analyses où il est préparé en vue de l’analyse. Dans le meilleur des cas, le laboratoire est très proche du site de prélèvement, comme dans les hôpitaux et cliniques vétérinaires ou dans de nombreux centres de recherche, permettant une prise en charge rapide. Dans d’autres cas, les prélèvements sont effectués dans des élevages ou en pleine mer ou dans des sites sauvages entraînant un délai d’acheminement parfois long. Dans tous les cas, se pose la question de la stabilité des analytes qui est peu documentée pour l’étape de transport au laboratoire, surtout pour les animaux sauvages, mais très étudiée à l’intérieur du laboratoire.

En hématologie, la règle générale est de faire les analyses le plus vite possible car les cellules sont fragiles, ce qui impose de faire les frottis sanguins dès que le spécimen est disponible ; par exemple, la morphologie des cellules des requins est altérée dès la cinquième heure^[66]. De même, certaines variables comme l’hématocrite, le volume corpusculaire moyen, les numérations et les indices plaquettaires sont modifiées dès 24h de stockage à 4 ou 20°C chez le rat et la souris^[67], le chien^[68], le chat^[69], …. Cependant, les numérations des globules rouges et blancs, la concentration de l’hémoglobine restent pratiquement inchangées pendant 2 à 3 jours en réfrigération ou à la température du laboratoire chez le chat^[70], le chien^[71], les bovins^[72], ….

En biochimie, peu d’analyses sont effectuées sur le sang total, excepté notamment pour la gazométrie : par exemple, pO2 et pCO2 sont peu modifiées quelques heures en réfrigération dans du sang total hépariné de cheval prélevé avec des seringues en verre mais rapidement altérées, surtout à température ambiante, dans des spécimens collectés avec des seringues en plastique^[73]. Pour le sérum et les plasmas, un premier facteur de variation est le délai avant centrifugation. Certains analytes sont peu stables dans le sang total en raison de l’activité métabolique des cellules : par exemple, la concentration du glucose diminue de manière plus intense à température ambiante qu’à 4°C dans des tubes secs dès la deuxième heure dans le sang total coagulé des bovins^[74]; des effets similaires sont observés chez le chien^[75], l’alpaca^[76], …. Après centrifugation, la stabilité de la plupart des analytes dépasse les quelques heures nécessaires à leur analyse.  Lorsqu’il est nécessaire de conserver les spécimens de sérum ou de plasmas pour de plus longues périodes, la stabilité de nombreux analytes dépasse plusieurs semaines à -20°C voire -80°C dans le sérum ou le plasma hépariné du chien mais l’activité de la GLD et de l’amylase et la concentration des acides biliaires diminue de manière cliniquement significative après 8 mois de stockage^[77]. Des précautions doivent être prises à la décongélation pour re-homogénéiser les tubes car un gradient de concentration se forme à la décongélation^[78]. Eventuellement, il faut s’assurer que des répétitions de cycles congélation-décongélation n’altèrent pas la composition du spécimen ; par exemple, les aminotransférases^[79], la céruloplasmine et l’haptoglobine^[80] des bovins sont stables après plusieurs (≤4) de ces cycles, comme le glucose, la CK, la créatinine chez le chien^[81], …

Les variations nycthémérales de la cortisolémie et de la corticostérone sont les plus connues mais n’existent pas dans toutes les espèces : chez le cheval par exemple, la cortisolémie est maximale en fin de nuit et début de matinée puis décroît progressivement pour être minimale en fin de journée^[82] comme chez des macaques rhésus^[83] et cynomolgus^[84] ou des marmousets^[85]; un rythme inverse est observé pour la concentration de la corticostérone chez le rat^[86] ou la souris^[87], deux espèces nocturnes. Dans d’autres espèces, le rythme de la cortisolémie est inapparent ou absent, comme chez le chien^[88] ou le chat^[89]. Des variations nycthémérales ont aussi été observées pour la numération des globules blancs et les concentrations de l’haptoglobine ou de la céruléoplasmine chez les bovins^[90] ou les numérations sanguines du chien^[91]. De très nombreuses variables ne présentent pas de telles variations, par exemple la plupart des analytes des profils biochimiques plasmatiques du chat^[18] ou des bovins^[92].

Les variations saisonnières sont difficiles à individualiser de celles qui sont causées par les changements d’alimentation, la température, etc., excepté pour les animaux vivant en captivité. Par exemple, les profils biochimiques et hématologiques d’orques d’un parc aquatique ne présentaient pas de variations saisonnières^[93] alors que chez des dauphins la concentration des hormones thyroïdiennes était plus basse aux saisons froides^[94][67]. Les bilans hématologiques et biochimiques de beagles de laboratoire^[95] et de bovins^[96] n’ont pas montré pas d’effet saisonnier notable.

Les effets des conditions d’élevage ont été particulièrement étudiés chez les animaux de laboratoire ou de zoos. Par exemple, la concentration de vitamine D était supérieure chez des chimpanzés disposant d’accès à des enclos extérieurs que chez ceux qui étaient confinés à l’intérieur^[97]; les bilans biochimiques de marmousets n’étaient pas modifiés par un changement de cage, même plus petites^[98], mais la concentration du cortisol était élevée lorsque des singes écureuil ou des marmousets étaient transférés d’habitats collectifs à des habitats individuels^[99],[100]; l’hématologie des souris n’était pas modifiée dans des cages dont le milieu était enrichi par des cloisons ou des abris^[101] mais leur concentration de corticostérone était augmentée^[102]; les numérations de globules blancs, de neutrophiles et d’éosinophiles, ainsi que la cholestérolémie étaient inférieures chez des beagles élevés dans des cages à l’intérieur que chez ceux qui vivaient dans des cages avec accès à l’extérieur^[103].

L’étude des effets de l’élevage intensif a montré que la densité des bovins dans les locaux d’élevage n’a pas d’effet sur les numérations de globules blancs, et de la formule leucocytaire^[104]; il en est de même pour la concentration d’hémoglobine chez les poulets^[105] alors qu’une augmentation de la densité des animaux dans les cages provoque une augmentation de la corticostérone chez le rat^[106]. La plupart des variables hématologiques des bovins sauf la numération leucocytaire n’étaient pas différentes en fonction de la nature des sols des locaux^[107]; chez des canards, seule l’activité de l’ALAT était supérieure chez les animaux élevés aux sol que chez sur des filets^[108].

La pollution entraîne une diminution de la plupart des variables hématologiques chez les poissons : carpes roho^[109] et tilapias^[110].

L’élévation de la température peut avoir des effets sur certains analytes. Par exemple, la plupart des constituants d’un bilan hématologique sont abaissés chez des buffles et rétablis par des dispositifs de rafraichissement de l’air^[111], l’activité de la glutathion peroxydase et de la superoxyde dismutase est abaissée par un stress thermique de 2 semaines chez des chèvres^[112]; chez des moutons élevés en zone aride, la concentration de triglycérides est abaissée et celle d’urée augmentée lors de stress thermique^[113].

Outre les stress liés à l’acte de prélèvement ou aux conditions de vie (cf. supra), les animaux peuvent être perturbés par différents facteurs

Les transports, une préoccupation pour le bien-être des animaux, peuvent être longs et se faire par voie routière et/ou aérienne, avec des effets variables selon les espèces et les durées de transport, n’entraînant souvent pas de variation de la plupart des analytes. On observe par exemple parfois des augmentations d’activité de la créatine kinase d’origine musculaire chez les bovins^[114], les porcs^[115] ou les autruches^[116], une élévation de l’hématocrite, de l’hémoglobinémie et de la numération leucocytaire chez des macaques cynomolgus^[117], de la glycémie, de la cortisolémie et du rapport neutrophiles/ lymphocytes chez le cheval^[118].

Un effort physique moyennement intense (9 km en une heure)  chez des chiens non entraînés ne provoque pas de modifications de la biochimie sanguine excepté une faible augmentation de la concentration des protéines pendant l’effort, et le lendemain une augmentation de l’activité de la CK et une diminution de la créatininémie^[119]. Chez les chiens de chasse, les protéines de la réaction inflammatoire sont augmentées à la fin de la chasse et reviennent à leurs valeurs de base après 1 heure^[120].

En revanche, les efforts intenses des différents types de courses effectuées par les chiens, les chevaux ou les dromadaires ont des effets intenses et parfois durables sur certains analytes, qui servent également à suivre la préparation des animaux et les effets sur leur bien-être. Les conditions de ces courses sont si différentes que l’on ne peut les résumer. Par exemple, les concentrations des marqueurs d’origine musculaire sont souvent augmentées en fonction de l’intensité de l’effort, par exemple la troponine, la CK et l’ASAT chez les chiens de courses de traineau^[121] ou des chevaux de courses d’endurance^[122]. Dans les courses de vitesse, la concentration des lactates est fortement augmentée juste après l’effort chez le chien^[123] et le cheval^[124]; chez ce dernier la glycémie, élevée juste après une course de vitesse, revient à ses valeurs de base après 4h^[125].

Chez des Border Collies, l’hématocrite, la numération des globules rouges et la cholestérolémie sont plus basses, la numération leucocytaire plus élevée et l’hémoglobinémie identique chez les chiens travaillant que chez les chiens de compagnie^[126]. Chez des chiens de secours, la plupart des analytes ne sont pas affectés par 4 heures de recherches mais les concentrations de la créatinine et des acides gras libres sont augmentées ainsi que le pH^[127].  Les concentrations d’aldostérone et de cortisol diminuent chez des dauphins d’aquarium dans les 30 minutes suivant un exercice de nage avec des humains^[128].

En dehors des effets de la diète de quelques heures des monogastriques avant le prélèvement (cf.ci-dessus), l’alimentation des animaux a des effets notables sur les analyses de pathologie clinique.

Immédiatement après la naissance, l’intestin des nouveau-nés absorbe des protéines du colostrum contribuant notamment à la protection immunitaire. Il en résulte une forte augmentation de la concentration des protéines totales et de leurs fractions, notamment des immunoglobulines chez les chiots^[129], veaux^[130], chevreaux, agneaux et poulains^[131] dès le premier jour de vie. Il en est de même pour certaines enzymes présentes à de fortes concentration dans le colostrum, comme la gamma-glutamyl transférase^[132],[131] ou les phosphatases alcalines^[133] chez les bovins. Ces augmentations ne sont pas observées chez les veaux ne consommant pas de colostrum^[133] et décroissent progressivement en quelques jours.

Une diminution de l’apport alimentaire est souvent utilisée pour réduire le poids de certains animaux. Chez des chiens obèses par exemple, elle entraîne une diminution de la cholestérolémie et est sans effet sur les concentrations de CRP et de triglycérides^[134]; chez des vaches en début de lactation, une restriction d’apport de 25% produit une augmentation de la concentration d’acides gras libres^[135]; chez des singes rhésus, la restriction alimentaire entraîne une diminution de l’amplitude des variations nycthémérales du cortisol et de la DHEA^[136]. Un arrêt total de l’alimentation intervient chez les animaux en hibernation, avec une diminution des constituants impliqués dans la coagulation dans de multiples espèces^[137], une diminution de la concentration des hormones thyroïdiennes et de l’urée avec une élévation de la créatininémie chez les ours^[138],[139].

La restriction alimentaire est également utilisée dans des essais visant à allonger la durée de la vie avec par exemple chez des rats, des concentrations plus basses de cholestérol et de triglycérides après 1.5 à 2 ans de restriction^[140]. Chez des singes rhésus, on a observé des valeurs plus basses du glucose et de l’insuline et plus élevée de la DHEA^[83] et aucune modification des marqueurs osseux après 11 ans d’une réduction calorique de 30%^[141]. Il arrive également que des animaux cessent de s’alimenter lors de certaines affections, entraînant par exemple chez les équidés une augmentation massive des concentrations de triglycérides et de bilirubine^[142],[143]; de même, le jeûne entraîne une hyperbilirubinémie chez les singes-écureuils de Bolivie, un modèle de la maladie de Gilbert chez les humains^[144].

Les effets de la suralimentation ont surtout été étudiés en raison de l’importance prise par le surpoids et l’obésité chez les animaux. Ainsi chez les singes en captivité a-t-on développé des stratégies de réduction de poids^[145],[146]. Par exemple, l’obésité de macaques cynomolgus provoque une augmentation de la concentration du cholestérol, des triglycérides, des HDL et LDL, du glucose^[147]; en revanche,  on a observé que peu des différences liées à l’obésité ou au surpoids chez des chats^[148] ou des chiens^[149]. La suralimentation est exploitée chez les oies pour la production de foie gras avec une élévation de tous les constituants lipidiques et des HDL plasmatiques^[150].

La majorité des effets rapportés pour des médicaments concernent la sédation nécessaire pour faire des prélèvements chez les animaux domestiques difficiles ou les animaux sauvages (cf. ci-dessus) et pour toutes les interventions douloureuses ou nécessitant une immobilisation, ainsi que l’administration de glucocorticoïdes. Les effets des médicaments dépendent des doses et des durées d’administration. Par exemple, chez le chien l’aspirine diminue ou non l’agrégation plaquettaire^[151],[152]. Très souvent, les médicaments n’ont aucun effet sur les analyses de pathologie clinique, paar exemple, le meloxicam (un AINS) ne modifie pas les bilans de perroquets^[153].

Chez le chien, l’administration de methylprednisolone entraîne des élévations durables de la numération des globules blancs due au neutrophiles, de la concentration de fer, de l’activité des phosphatases alcalines et une diminution de la numération des lymphocytes^[154]; un effet similaire sur la sidérémie a aussi été rapporté chez des chiens atteints de leishmaniose^[155]; le traitement de chats avec du phénobarbital ne produit pas d’élévation de l’activité des ALAT et PAL^[156] alors qu’il le fait chez le chien^[157]; chez des porcelets, l’injection de fer entraîne une augmentation de la numération des globules rouges et des variables liées, ainsi qu’une diminution de la numération des réticulocytes^[158]; il en est de même chez le veau^[159].

Pour limiter les erreurs analytiques résultant d’un spécimen altéré, un bref examen visuel ou automatisé est effectué pour détecter, rejeter ou éventuellement noter les anomalies tenant à la présence de caillots ou de couleurs « anormales » des spécimens. En biologie médicale humaine, une métaanalyse de 2023 a montré que près de 2% des spécimens sont rejetés avant analyse, majoritairement pour la présence de caillots ou d’hémolyse^[160].

L’examen visuel d’un tube de sang ne permet de détecter que de gros caillots alors que des microcaillots passent inaperçus. Ces derniers ne peuvent être détectés et quantifiés que par examen microscopique d’un frottis sanguin alors qu’ils provoquent principalement une fausse thrombocytopénie; ils sont fréquents chez le chat^[161] mais moins abondants dans les spécimens CTAD qu’EDTA^[162]; le pourcentage de spécimens affectés est supérieur lors de stockage du sang en réfrigération chez le cheval et les mini-porcs^[163],[164] et à température ambiante chez le chien^[165].

Les interférences de l’hémolyse, de la lipémie et de l’ictère sont nombreuses, différentes selon les analyses et les analyseurs, les plus modernes déterminant des index pour aider les laboratoires et les cliniciens à interpréter les résultats mais ces index ne sont pas standardisés^[166]. En pathologie clinique animale, des interférogrammes ont été déterminés pour la plupart des constituants des bilans biochimiques sériques de routine chez le chat, le chien, le cheval, la vache^[167] et les interférences sont étudiées pour chaque nouvelle analyse

L’hémolyse est la principale anomalie amenant à rejeter les spécimens plasmatiques et sériques en biologie médicale humaine principalement en raison de la coloration rouge qu’elle entraîne et de la libération de constituants intraérythrocytaires^[168],[169]. Il en est de même en pathologie clinique animale avec des différences notables selon les espèces ; par exemple, la kaliémie du porc^[170], de l’iguane^[171] ou du perroquet^[172] (comme celle de l’homme) est augmentée par l’hémolyse mais non celle du chien dont la concentration érythocytaire en potassium est basse^[173]; l’activité de la CK plasmatique est augmentée par l’hémolyse chez le chien mais non chez le cheval^[174].

La présence de fortes concentrations de triglycérides confère une coloration rosée au sang et une lactescence au sérum ou au plasma pouvant aller jusqu’à un aspect crémeux. La principale cause est un délai insuffisant depuis le repas dans les espèces consommant des lipides. La turbidité (et à un moindre degré le déplacement de volume) des sérums et plasmas rend certaines analyses impossibles et diverses solutions ont été proposées pour éliminer l’excès de triglycérides^[175]. Les différences ;causées par la lipémie peuvent être notables, par exemple dans les plasmas fortement lipémiques de petits rorquals l’activité de l’ASAT ou de la CK sont 4 à 5 fois plus élevées alors que celle de la GGT n’est pas affectée^[176]; l’activité de la paraoxonase-1 est augmentée par la lipémie chez le chien et le chat mais non chez le cheval^{[177],[178],[179]}; chez le chien, la lipémie augmente les numérations plaquettaires et l’hémoglobinémie^[180] ainsi que les concentrations des marqueurs du stress oxydatif^[181] mais non la mesure des gaz sanguins^[182].

La coloration jaune du plasma est « normale » chez les herbivores pour lesquels elle résulte de la présence de pigments végétaux, notamment de carotènes ; en revanche, chez les carnivores domestiques, elle résulte d’une concentration élevée de bilirubine qui peut interférer avec certaines analyses. Par exemple, chez le chien l’ictère diminue la concentration de protéines mesurée par la réaction du biuret sans affecter le dosage par réfractométrie^[183],[184].