Desulfitobacterium

Die Zellwand ist grampositiv strukturiert, d. h. auf die Membran ist eine mehrschichtige Mureinhülle aufgelagert. Die Gram-Färbung kann jedoch je nach Stamm gramnegativ oder grampositiv ausfallen. Zellen in der exponentiellen Wachstumsphase sind gerade oder gekrümmte Stäbchen mit einer Länge von 2–7 µm, je nach Art und Stamm.^[1][2] Für D. dichloroeliminans DCA1 wurde eine Variation der Zelllänge von bis zu über 10 μm beschrieben.^[2][3]

Die meisten Isolate von Desulfitobacterium sind beweglich und haben 1 bis 6 Geißeln. Nicht bewegliche Zellen ohne Geißeln wurden beim Stamm D. hafniense PCP-1 beobachtet. Auch die Stämme D. hafniense Stamm JH1 und Desulfitobacterium sp. Stamm PR besitzen keine Geißeln.^[2]

Die Desulfitobacterium- Stämme sind mesophil und wachsen bei neutralem pH-Wert. Die optimale Wachstumstemperatur liegt bei 25–40 °C, der optimale pH-Wert bei 6,5–7,8. Mehrere Desulfitobacterium-Stämme sind zur Bildung terminaler Endosporen fähig. Obwohl der Stoffwechsel obligat anaerob ist, tolerieren bestimmte Arten mikroaerobe Kulturbedingungen (<5 % Luft in der N₂-Gasphase). Mehrere Stämme können auch 24 Stunden lang unter aeroben Bedingungen überleben.^[2]

Arten von Desulfitobacterium verwenden eine Vielzahl von chlorierten Phenolen und/oder Alkenen als Elektronenakzeptoren während der Dehalorespiration (auch als Halorespiration oder Chloridogenese bezeichnet). Darüber hinaus wurde festgestellt, dass mehrere Desulfitobacterium-Stämme auch Brom- und Iodverbindungen dehalogenieren können.

Des Weiteren können sie auch Sulfit, Thiosulfat, Schwefel und Nitrat, jedoch in der Regel nicht Sulfat, in Gegenwart verschiedener Elektronendonatoren nutzen. Eine Ausnahme ist D. hafniense Stamm Y51, das auch Sulfat reduziert. Einige Arten sind auch zur Fumaratatmung fähig. Als Wachstumszusatz ist Hefeextrakt erforderlich. Stämme können meist auch Pyruvat vergären (unter Bildung von Laktat, Acetat und CO₂), andere können verschiedene Zucker verwerten. Beim Wachstum mit Pyruvat bildet Desulfitobacterium hafniense Laktat, Acetat und CO₂. Andere Stämmen können auch verschiedene andere Zucker verwerten.^[1][2]

Anorganische Metalle wie Eisen (Fe³⁺), Mangan (Mn⁴⁺), Selen (Se⁴⁺), Arsen (As⁵⁺), Chrom (Cr⁶⁺) und Uran (U⁶⁺) können ebenfalls von verschiedenen Stämmen von Desulfitobacterium als Elektronenakzeptoren verwendet werden. Mehrere Stämme wurden als Metallreduzierer ohne nachweisbare Organohalogenid-Atmung isoliert. Hierzu zählt u. a. D. hafniense GBFH und D. hafniense G2. Dieser Stamm wurde als As(V)-reduzierendes Bakterium aus arsenkontaminierten Sedimenten isoliert. D. hafniense G2 kann Uran(VI), Fe(III) und Anthrachinon-2,6-disulfonat (AQDS) als Elektronenakzeptoren nutzen.^[2][4]

Der Stamm D. metallireducens 853-15A kann AQDS, chelatisiertes Fe(III) (kein kristallines Fe³⁺-Oxid), Huminsäuren, Mn(IV), kolloidalen Schwefel, Se(IV) und Cr(VI) als Elektronenakzeptoren nutzen. Desulfitobacterium aromaticivorans UKTL (im Jahr 2021 zu Paradesulfitobacterium aromaticivorans transferiert) ist ein eisenreduzierendes Bakterium, das zum anaeroben Abbau aromatischer Kohlenwasserstoffe, wie Toluol, Phenol und p-Kresol, fähig ist.^[2][5]

Einige Stämme, wie Desulfitobacterium hafniense DCB-2, können einen Teil ihres Kohlenstoffbedarfs aus CO₂ assimilieren.^[6][7] Sie sind aber keine autotrophen Bakterien, da sie zusätzlich noch Organische Stoffe, wie Acetat, benötigen.^[7]

Anaerobe Medien mit den Halogenen in Kombination mit einem Elektronendonator wie Pyruvat eignen sich gut zur Isolierung von Organohalogenid-atmenden Desulfitobacterium-Stämmen. Hefeextrakt kann als Quelle für Vitamine und Spurenelemente bei der Kultivierung von Desulfitobacterium-Stämmen verwendet werden. Antimikrobielle Substanzen können auch zur Anreicherung von Desulfitobacterium nützlich sein, wie die Isolierung von D. hafniense Stamm DP7 mithilfe des antibakteriellen Wirkstoffs Aztreonam mit 50 μg/L zeigt. Aztreonam ist ein β-Lactam-Antibiotikum, die das Wachstum aerober gramnegativer Bakterien hemmt.^[2]

Organohalogenid-atmende Bakterien (OHRB) „atmen“ halogenierte organische Moleküle (Organohalogenide oder Organohalogene genannt) ähnlich wie der Mensch Sauerstoff einatmet. Desulfitobacterium kann hier Verbindungen mit den Halogenen Chlor, Brom und Iod nutzen. Biochemisch gesehen nutzen organohalogenid-atmende Bakterien Organohalogenide als terminale Elektronenakzeptoren in einer Atmungskette, die an den gerichteten Protonentransport durch die Zellmembran und die Energieerhaltung gekoppelt ist. Die benötigten Elektronen stammen von externen Elektronendonatoren wie molekularem Wasserstoff oder anderen oxidierbaren Verbindungen. Dabei werden die halogenierte Verbindungen reduziert, indem die Halogensubstituenten abgespalten und gleichzeitig Elektronen hinzugefügt werden. Die reduktive Dehalogenierung wird durch membranassozierte Enzyme, den Dehalogenasen, katalysiert. Hierbei wird mit Hilfe einer ATPase ATP erzeugt. Die entfernten Halogensubstituenten werden als Anionen bzw. als Halogen-Wasserstoff-Verbindungen (Chlorwasserstoff, HCl; Bromwasserstoff, HBr) freigesetzt.^[8][9]

Man unterscheidet zwei Arten der Organohalogenid-Atmung: Hydrogenolyse und Dihalogeneliminierung. Bei der Hydrogenolyse entsteht pro zwei Mol H₂ nur ein Mol HX (wobei X für Chlor (Cl), Brom (Br), Fluor (F) oder Iod (I) steht), bei der Dihalogeneliminierung hingegen zwei Mol HX pro zwei Mol H2. Die Dihalogeneliminierung erfordert zwei benachbarte Halogene und führt zur Bildung einer ungesättigten C=C-Bindung. Aufgrund der Elektronenkonfiguration des aromatischen Rings findet bei aromatischen Verbindungen keine Dihalogeneliminierung statt. Bei der Dihalogeneliminierung beträgt die Änderung des Wertes der freien Gibbs-Energie (ΔG o′) für die Bildung von HCl −171,2 kJ/mol (dies gilt bei einem pH-Wert von 7).^[10] Beide Arten der reduktiven Dehalogenierung wurden bei Desulfitobacterium-Stämmen beobachtet.

Die Energieeinsparung während der Halorespiration wurde durch Wachstumsertragsstudien und stöchiometrische Analysen nachgewiesen.^[1][11] Die reduktive Dechlorierung von 3-chloro-4-hydroxyphenylacetate (3Cl4HOPA) ist mit der ATP-Synthese und der Oxidation von Pyruvat, Formiat oder H₂ gekoppelt. Während der Oxidation von Pyruvat zu Acetat wird durch Substratphosphorylierung 1 ATP pro Mol Acetat gewonnen, und durch die Chloridogenese (Dehalorespiration) und Elektronentransportphosphorylierung wird 1 ATP pro gebildetem Chloridion gewonnen. Die Dehalogenierung mit Formiat als Elektronendonor liefert nur 1 ATP über die Elektronentransportphosphorylierung. Die Chlorphenol-Atmung in Desulfitobacterium dehalogenans ist kein effizienter Atmungsweg, da die Zellen nur einen kleinen Teil der theoretisch verfügbaren Energie zurückgewinnen. Berechnungen der freien Energie legen nahe, dass pro entferntem Chlor mit H₂ als Elektronendonor 2 ATP gebildet werden könnten. Die Zellausbeuten entsprechen jedoch nur der Hälfte dieses Wertes. Auch wenn die Effizienz gering ist, sind die haloaromatischen Verbindungen die bevorzugten Elektronenakzeptoren. Wenn Desulfitobacterium dehalogenans mit äquimolaren Konzentrationen verschiedener Elektronenakzeptoren versorgt wird, wird daher immer zuerst 3Cl4HOPA reduziert. Wenn die Konzentration sinkt, wird es gleichzeitig mit den anderen Elektronenakzeptoren genutzt.^[1] Aufgrund ihrer Substratspezifität werden zwei Enzymgruppen der Dehalogenasen unterschieden: Chlorphenol-reduktive Dehalogenasen (die CprA-Familie) und Chloroalkyl-reduktive Dehalogenasen (die PceA-Familie).^[1] Die Chlorphenol-reduktive Dehalogenasen wirken hauptsächlich auf chlorierte aromatische Verbindungen (z. B. Chlorphenole). Sie katalysieren typischerweise die Hydrogenolyse. Chloralkyl-reduktive Dehalogenasen wirken hauptsächlich auf chloraliphatische Verbindungen wie Chloralkene (wie Tetrachlorethen) oder Chloralkane und katalysieren häufig die Dihalogenelimination. Stämme, die sowohl chloraromatische als auch chloraliphatische Verbindungen dehalogenieren, besitzen zwei separate Enzymsysteme, eines für jede Substratklasse. Die meisten der beschriebenen Dehalogenasen sind mit der Membran assoziiert.

Die ortho-Chlorphenol-reduktive Dehalogenase von Desulfitobacterium dehalogenans wurde untersucht. Das Enzym katalysiert die Dehalogenierung von 3-Chlor-4-hydroxyphenylacetat (3Cl4HOPA). Die Primärsequenz und die Redox-Eigenschaften ähneln der Haloalken-reduktiven Dehalogenase vom Dehalobacter restrictus. Desulfitobacterium hafniense-Stämme, wie beispielsweise der Stamm PCP-1, die die Dechlorierung von ortho-, meta- und para-chlorierten aromatischen Verbindungen durchführen, beherbergen separate, induzierbare Enzymsysteme für die ortho- sowie für die meta- und para-Dechlorierungsreaktionen. Weitere Dehalogenasen wurden gereinigt und charakterisiert. Eine 3Cl4HOPA-Dehalogenase wurde vom Desulfitobacterium hafniense-Stamm DCB-2 isoliert. Ein weiteres Enzym vom Typ CprA mit einer Molekülmasse der Untereinheit von 50.000 Dalton wurde ebenfalls aus dem Stamm Co23 von Desulfitobacterium hafniense isoliert. Dieses Enzym dechloriert verschiedene ortho-chlorphenolische Verbindungen und hat eine ähnliche Substratspezifität wie die 3Cl4HOPA-Dehalogenase aus Desulfitobacterium dehalogenans. Der Stamm PCP-1 von Desulfitobacterium hafniense (zuerst als Desulfitobacterium frappieri Stamm PCP-1 geführt) enthält eine membranassoziierte CprA-Typ-3,5-Dichlorphenol (DCP)-reduktive Dehalogenase mit einer Molekülmasse von 57.000 Da.^[12] Die phenolische Hydroxylgruppe ist für die Bindung des Substrats erforderlich. Dieser Stamm enthält auch CrdA, einen Vertreter einer anderen Familie reduktiver Dehalogenasen. Dieses Enzym ist eine sauerstoffempfindliche 2,4,6-Trichlorphenol (TCP)-Dehalogenase mit einer Untereinheit-Molekülmasse von 37.000 Da.^[13][1]

Enzyme, die aliphatische Verbindungen (also keine Aromate) dechlorieren, gehören zur PceA-Familie der reduktiven Dehalogenasen und wurden aus verschiedenen Desulfitobacterium hafniense-Stämmen gereinigt. Das substratinduzierbare PceA aus dem Stamm Y51 kommt im Periplasma vor. Das Translationsprodukt hat eine Molekülmasse von 61.000 Da, nach Entfernung des Signalpeptids jedoch nur noch 58.000 Da (Suyama et al., 2002). Ein ähnliches Enzym mit einer Molekülmasse von 59.000 Da wurde im Stamm TCE-1 gefunden. Das Enzym aus dem Stamm PCE-S hat eine Molekülmasse von 65.000 Da und wird durch Sulfit gehemmt.^[14][1]

Formiat, Laktat und Pyruvat dienen im Allgemeinen Stämmen von Desulfitobacterium als Elektronendonatoren. Darüber hinaus weisen die meisten Desulfitobacterium -Stämme eine O-Demethylierungsaktivität auf. Die O-Demethylierung ist am intermediären Stoffwechsel methoxylierter Organochlorverbindungen wie Tetrachloroguajacol (C₇H₄Cl₄O₂), Tetrachloroveratrol, Pentachloranisol und 3,5-Dichlor-4-methoxyphenol in den D. hafniense -Stämmen PCP-1 und DCB-2, D. chlororespirans Co23 und D. dehalogenans JW/IU-DC1 beteiligt. Außerdem wurde die Nutzung von Phenylmethylethern, Vanillat und Syringat als Elektronendonatoren mittels O-Demethylierung für die D. hafniense-Stämme DCB-2, PCE-S, DP7, G2, PCP-1, TCP-A und Y51, D. chlororespirans Co23 und D. dehalogenans JW/IU-1 beschrieben. Die an der O-Demethylierung beteiligten Enzyme wurden in den D. hafniense- Stämmen DCB-2 und PCE-S biochemisch charakterisiert. Die Methylgruppe der Phenylmethylether wird auf Tetrahydrofolat übertragen und dient vermutlich über die Acetyl-CoA-Bildung als weiterer Elektronendonator. Da Phenylmethylether Ligninabbauprodukte sind, wird angenommen, dass Desulfitobacterium spp. an der biologischen Ligninumwandlung beteiligt sind.

Die Arten können neben den Chlorverbindungen noch verschiedene Brom- und Iodverbindungen nutzen.

So kann zum Beispiel Desulfitobacterium dehalogenans Stamm JW/IU-DC1 noch 2-Brom-4-chlorphenol, 2-Brom-4-methylphenol, 2,6-Dibromphenol und 2-Bromphenol nutzen. Desulfitobacteriujm chlororespirans Co23 kann neben Chlor- und Bromverbindungen noch die Iodverbindung Ioxynil nutzen. Des Weiteren kann es Bromoxynil-Metaboliten wie 3,5-Dibrom-4-hydroxybenzoat nutzen. 2,4,6-Tribromphenol wird durch den Stamm Co23 zu 4-Bromphenol umgewandelt. Bromoxynil und Ioxynil sind Herbizide, die zur Bekämpfung von Unkräutern in Getreidekulturen eingesetzt werden. Bromoxynil wird stöchiometrisch in 4-Cyanophenol und den Metaboliten 3,5-Dibrom-4-hydroxybenzoat umgewandelt, der dann zu 4-Hydroxybenzoat umgewandelt wird. Ioxynil hingegen wird in Gegenwart von 3-Chlor-4-hydroxybenzoat als Induktor stöchiometrisch in 4-Cyanophenol umgewandelt. Der Stamm Co23 nutzt das Bromoxynil und 3,5-Dibrom-4-hydroxybenzoat als wachstumsfördernde Elektronenakzeptoren.^[2][15] Desulfitobacterium hafniense PCE-S kann cis- und trans-Dibromethene debromieren und auf ihnen wachsen. Der Stamm PCE-S wandelt cis- und trans-Dibromethen in Vinylbromid und Ethen um.^[2][16]

Die vollständigen Genome der Desulfitobacterium-Stämme variieren stark in ihrer Größe (3.62 Megabasenpaare bei D. dichloroeliminans DCA1 und 5.73 Mb bei D. hafniense Y51). In den Genomen wurden mehrere Kopien von rRNA-Operons gefunden. Die Anzahl der Reduktive Dehalogenase-Gene (RDase) variiert zwischen den einzelnen Stämmen (2 bis 7), was die Unterschiede in ihren Dehalogenierungsspektren erklärt. Analysen der Genome der D. hafniense -Stämme Y51 und DCB-2 zeigten neben RDasen die Existenz vielseitiger terminaler Reduktasen, darunter Proteine der Dimethylsulfoxid-Reduktase-Superfamilie, Sulfitreduktase, Nitratreduktase und Fumaratreduktase. Da Desulfitobacterium-Stämme eine gewisse Sauerstofftoleranz aufweisen, kodieren die Genome der D. hafniense- Stämme Y51 und DCB-2 mutmaßliche Katalasen, Superoxiddismutasen und Rubrerythrin-Rubredoxin-Enzyme, die möglicherweise an der Sauerstofftoleranz beteiligt sind. Es wurden die Gene der zentralen Stoffwechselwege von D. hafniense-Stämme Y51 und DCB-2 beschrieben.^[17][18] Beide Stämme, Y51 und DCB-2, besitzen einen funktionellen Embden-Meyerhof-Parnas-Weg. Der Citratzyklus ist hingegen durch das Fehlen der 2-Oxoglutarat-Dehydrogenase und des anaplerotischen Glyoxylatzyklus charakterisiert, was auf einen unvollständigen Zyklus hindeutet. Der reduktive Acetyl-CoA-Weg (Wood-Ljungdahl-Weg) zur Kohlendioxidfixierung wurde ebenfalls in beiden Stämmen, Y51 und DCB-2, nachgewiesen.^[18]

Die dissimilatorischen Sulfitreduktasen (DsrAB) sind konservierte Sirohäm-haltige Enzyme und katalysieren die Reduktion von Sulfit zu Sulfid. Dieses Enzym ist für die Schwefelatmung essenziell.^[1] Die phylogenetische Analyse der Gene in sulfatreduzierenden Prokaryoten (SRP) zeigt mehrere horizontale Gentransferereignisse (HGT) zwischen einigen Bakterien- und Archaeen-Linien, was darauf hindeutet, dass wichtige Stoffwechselgene häufig ausgetauscht werden. Es gibt Hinweise auf einen Transfer von grampositiven Bakterien wie Desulfitobacterium zu Archaeoglobus-Arten, innerhalb der Proteobakterien (z. B. Desulfobacula) sowie zwischen Desulfotomaculum und Thermodesulfobacterium. Der Schwefelstoffwechsel entwickelte sich mosaikartig, die Sulfatreduktion ist nicht auf eine einzige evolutionäre Linie beschränkt, sondern es fand wiederholt Gentransfer zwischen verschiedenen Bakteriengruppen statt.^[19]

Stämme von Desulfitobacterium wurde aus einer Vielzahl anaerober Umgebungen isoliert, darunter Faulschlamm, Klärschlamm, mit Abwasser vermischter Graben-Schlamm, Süßwassersedimente, Flusssedimente, arsenverseuchte Sedimente, Uranerzaufbereitungsanlage, Bergwerke, Kompostboden, Bodenproben von Ackerflächen und menschliche Fäkalien. Desulfitobacterium spp. ist in anaeroben terrestrischen Umgebungen weit verbreitet, jedoch nicht in marinen Umgebungen. Molekularökologische Studien haben die ubiquitäre Verbreitung von Desulfitobacterium spp. bestätigt. In einer Studie wurden Stämme von Desulfitobacterium spp. beispielsweise in 31 von 48 Bodenproben aus Kanada (hauptsächlich aus Quebec) nachgewiesen, darunter 24 Proben aus kontaminierten Industriestandorten. Desulfitobacterium spp. gehört tzu den am häufigsten vorkommenden OHRB in der natürlichen Umwelt.^[2]

Der Stamm Desulfitobacterium THU1 ist in der Lage Trichlorethen (TCE) bei Konzentrationen von bis zu 8,0 Millimol, das heißt nahe bei Sättigung, zu cis-Dichlorethen (cis-DCE) dechlorieren. In Kontaminationsquellen dichter, nichtwässriger Phasenflüssigkeiten (DNAPL) können die Konzentrationen von Trichlorethen (TCE) im Grundwasser Sättigungswerte (8,4 mM) erreichen. Es wird allgemein angenommen, dass solche Sättigungskonzentrationen für Organohalogenid-atmende Bakterien (OHRB) toxisch sind und somit die Wirksamkeit der Bioremediation einschränken. Der beschriebene Stamm THU1 ist von daher von Interesse für die Bioremediation von mit Chlor verseuchten Systemen.^[2][20]

Eine syntrophische Beziehung zwischen Desulfovibrio fructosivorans und Desulfitobacterium-Stamm TCE1 trägt zur reduktiven Dehalogenierung von Tetrachlorethen (TCE) bei. Das von D. fructosivorans durch die Fermentation unter Sulfatmangel gebildete H₂ wird von Desulfitobacterium Stamm TCE1 verbraucht, um die Dehalogenierung durchzuführen.^[21][22]

Die Stämme von Desulfitobacterium spielen eine wichtige Rolle bei der natürlichen Abbau von organischen Halogenverbindungen wie Chloroethenen und sind interessant für die Bioaugmentation, d. h. für den Einsatz von Mikroorganismen zur Sanierung von Böden. Der Erfolg von Bioremediationsmaßnahmen hängt von Umweltfaktoren wie der Bodenbeschaffenheit ab.^[23][24] Auch geochemische Eigenschaften wie Redoxbedingungen und pH-Wert beeinflussen stark den Erfolg von In-situ-Bioremediationsmaßnahme.

Desulfitobacterium-Stämme wurden in Bioreaktoren zur Behandlung organohalinbelasteter Abfälle eingesetzt. Beispielsweise wurden die D. hafniense- Stämme DCB-2 und PCP-1 in einen UASB-Reaktor (Upflow Anaerobic Sludge Bed) zur Pentachlorphenol-Degradation eingebracht.^[2][25] Dieser Pentachlorphenol (PCP)-abbauende Bioreaktor mit dem Stamm PCP-1 ist eines der am besten untersuchten Systeme seiner Art (z. B. wurde die Lokalisierung des Stammes PCP-1 in den Reaktorgranulaten und im Biofilm mittels Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung nachgewiesen). Desulfitobacterium spp. ist somit ein wichtiger Bestandteil von Dechlorierungsbioreaktoren. Desulfitobacterium spp. reichern sich zudem in einem Deiodierungsbioreaktor für 5-Amino-2,4,6-triiodisophthalsäure (ein Grundbaustein von Röntgenkontrastmitteln) an.

Desulfitobacterium spp. kann auch zur Entfernung von Metallen eingesetzt werden. Die Löslichkeit eines Metalls hat einen erheblichen Einfluss auf seine Mobilität in der Umwelt. Daher ist die Veränderung der Löslichkeit eines Metallkontaminanten durch biologische Reduktion ein Ansatz zu dessen Entfernung. Es wurden Untersuchungen betrieben, die Strategien zur biologischen Sanierung von Metallen unter Verwendung von Desulfitobacterium-Stämmen, um lösliches Uran (U⁶⁺) zu unlöslichem U⁴⁺ zu reduzieren, betreffen.^[2][26][27]

Auch Desulfitobacterium dehalogenans wurde bezüglich der biologische Sanierung untersucht. Es wurde zur Bildung eines Biofilms auf rotierenden Pads in einem Durchflussfermenter eingesetzt. Die rotierenden Pads verleihen diesem Fermenter eine außergewöhnlich große Oberfläche. Nach der Bildung des Biofilms sind die Umwandlungsraten der chlorierten Verbindungen 10- bis 20-mal höher als in der Batch-Kultur. Dieser Biofilm ist bei Verdünnungsraten, die über der Generationszeit der Bakterien liegen, stabil, selbst wenn mit Chlorphenol kontaminierter, verdünnter Klärschlamm als Ausgangsmaterial verwendet wird. Dieses System könnte als Biofilter für die biologische Sanierung auch anderer Verbindungen eingesetzt werden.^[1][28][29]

Der Abbau von 2,4-DCP in anaeroben Umgebungen, wie z. B. in Süßwassersedimenten, wird durch ein Konsortium von mindestens fünf sequenziell interagierenden Bakterien- und Archaeenarten erreicht. Der erste Schritt ist eine reduktive Dehalogenierung, die durch Bakterien wie Desulfitobacterium dehalogenans katalysiert wird und 4-Chlorphenol (4-CP) bildet. Die Para-Dehalogenierung von 4-CP wird von D. hafniense-ähnlichen Stämmen durchgeführt. Bei einer Anreicherung aus einem Süßwassersediment findet die Dechlorierung von 2,4-DCP und 4-CP im Temperaturbereich von 18–40 °C statt. Nitrat hemmt diesen Prozess. Die Zugabe von ausreichend Lactat, um das Nitrat vollständig zu N2 und Ammoniak zu reduzieren, mildert die Hemmung, indem es die Anreicherung tödlicher Nitritkonzentrationen verhindert. Die Zugabe von Sulfat zu Anreicherungen verringert die Dehalogenierungsrate nur geringfügig, hemmt jedoch die Methanogenese stark, vermutlich weil die Sulfatreduzierer den Methanogenen das H₂ "wegnehmen".^[1][30]

Natürliche mikrobielle Gemeinschaften können sich an die Verwertung bestimmter Chlorphenole anpassen. Nach der Anpassung verwerten diese Gemeinschaften diese spezifischen Chlorphenole mit hoher Geschwindigkeit ohne Lag-Phase. Die Anreicherungen für bestimmte Chlorphenole sind jedoch in der Regel nicht für die Verwertung anderer Chlorphenolisomere geeignet, vermutlich weil für die Verwertung jedes Isomers ein anderes Bakterium erforderlich ist, außer wenn Stämme ähnlich wie Desulfitobacterium hafniense PCP-1 vorhanden sind.^[1]

Andere Mikroben, die in der Lage sind, Halogene abzubauen und somit für die Sanierung interessant sind, gehören zu: Geobacter, Desulfuromonas, Anaeromyxobacter, Desulfomonile, Desulfovibrio, Desulfoluna, Sulfurospirillum, Comamonas und Shewanella sowie Desulfitobacterium aus dem Stamm der Firmicutes. Arten von Dehalobacter (Phylum Firmicutes) sowie die OHRB der Klasse Dehalococcoidia (Phylum Chloroflexi), darunter Stämme von Dehalococcoides mccartyi, Dehalogenimonas spp. und das Einzelisolat „Dehalobium chlorocoercia“ DF-1 sind im Gegensatz zu den zuvor genannten Mikroben obligat auf Halogene angewiesen. Auch bestimmte Arten von Pseudomonas und Rhodococcus sind bekannt für ihre Fähigkeit, wie auch Desulfitobacterium Kohlenwasserstoffe und chlorierte Verbindungen abzubauen.^[31]

Die Typusart Desulfitobacterium dehalogenans wurde von Utkin und Mitarbeitern im Jahr 1994 beschrieben. Die Gattung zählt zu der Familie Desulfitobacteriaceae innerhalb der Ordnung Eubacteriales der Clostridia.^[32]

Desulfitobacterium-Arten sind eng mit dem Dehalobacter–Syntrophobotulus–Desulfosporosinus-Cluster verwandt.^[1] Desulfosporosinus ist eine neue sulfatreduzierende Gattung, die Arten umfasst, die aus der Gattung Desulfotomaculum ausgeschlossen wurden.^[1][33] Alle Mitglieder von Desulfosporosinus reduzieren Sulfat in Gegenwart von Lactat oder Pyruvat, was diese Gruppe von Desulfitobacterium unterscheidet. Dehalobacter und Syntrophobotulus sind im Gegensatz zu Desulfitobacterium und Desulfosporosinus nicht in der Lage, Sulfit, Sulfat, Thiosulfat und Schwefel zu reduzieren.

Zu den gemeinsamen physiologischen Merkmalen der Gattung Desulfitobacterium gehören die Verwendung von Fumarat als Elektronenakzeptor und die Fähigkeit, Sulfit und Thiosulfat zu reduzieren. Darüber hinaus sind die Stämme meist positiv für die Verwendung von Pyruvat als Elektronendonor (eine Ausnahme ist „Desulfitobacterium dichloroeliminans“ DCA1) und negativ für die Verwendung von Sulfat als Elektronenakzeptor.^[1]

Es folgt eine Liste einiger Arten (Stand Februar 2026):^[32]

• Desulfitobacterium chlororespirans Sanford et al. 2001
• Desulfitobacterium dehalogenans Utkin et al. 1994
• "Desulfitobacterium dichloroeliminans" De Wildeman et al. 2003
• "Desulfitobacterium elongatum" Bhattacharjee et al. 2025
• Desulfitobacterium hafniense Christiansen and Ahring 1996
• Desulfitobacterium metallireducens Finneran et al. 2002